Состояние естественной резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при колибактериозе



РУБРИКИ	Состояние естественной резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при колибактериозе	РЕКЛАМА

Главная

Логика

Логистика

Международное публичное право

Международное частное право

Международные отношения

Авиация и космонавтика

Административное право

Экономико-мат. моделирование

Экономическая география

ПОИСК

Состояние естественной резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при колибактериозе

оставляли в качестве контроля. Из каждой опытной и контрольной пробы

стерильно отбирали по 2 мл и определяли их исходную оптическую плотность

(Ао/исх и Ак/исх) на ФЭК-56 М при длине волны 364 нм (красный светофильтр),

кювета 3 мм против бульона Хоттингера (оптический контроль)[Н. Н. Максимюк,

Л. Я. Телешевская, 1995].

По классическому методу оптическую плотность измеряют при зеленом

светофильтре. При использовании зеленого светофильтра, регистрируется

окраска среды. Для исключения влияния этого фактора необходим

дополнительный оптический контроль для каждой пробы в начале опыта. Чем

больше гемолиз сыворотки, тем сильнее окраска среды и выше неспецифическое

поглощение. Применение для этой цели красного светофильтра исключает

влияние окраски среды. Пробы культивировали 6 ч при 37°С и рассчитывали

бактерицидную активность в %.

Бактерицидную активность определяли как отношение роста микроорганизмов

в опытной среде по сравнению с контрольной (без сыворотки) в процентах.

В результате проведенных исследований было установлено, что сыворотка

крови новорожденных телят обладает выраженной бактерицидной активностью

(табл. 3.16-3.19).

Бактерицидная активность сыворотки крови телят зависит от возраста,

причем наименьший ее уровень отмечали у новорожденных телят до приема

молозива.

На 2-й день жизни телят имело место достоверное повышение бактерицидной

активности сыворотки у здоровых телят на 12,09 %, в 1-ой подопытной группе

(больные) на 6,09 % и снижение во 2-й подопытной группе на 1,58 % в

сравнении с периодом по выпойки молозива. На 5-й и 10-й дни отмечали

повышение бактерицидной активности у здоровых телят в сравнении с периодом

до поения молозива, соответственно на 14,09 % и 14,18 %, в 1-ой подопытной

группе соответственно на 19,18 % и 9,91 %. Во 2-й подопытной группе

отмечали снижение бактерицидной активности на 5-й день в сравнении с

периодом до выпойки молозива на 1,86 %.

Данные исследования указывают, что наиболее критический возрастной

период отмечен у телят 5- дневного возраста, так в 1-й опытной группе после

5- дневного возраста, установили достоверное снижение бактерицидной

активности. Это различие составляет в сравнении с 10- дневным возрастом

9,27 %. Во второй подопытной группе гибель телят отмечали в 5-6 дневном

возрасте.

При изучении величины связи между бактерицидной и фагоцитарной

активностью установили высокую степень корреляции (r=0,88; Р=0,02) между

фагоцитарной и бактерицидной активностью у здоровых телят до 20-и дневного

возраста, в 30-и дневном возрасте коэффициент корреляции был равен 0,66.

В 1-й подопытной группе (больные телята) величина связи между

фагоцитарной и бактерицидной активностью у телят до 5-дневного возраста

равнялась 0,81, а в 30-дневном возрасте коэффициент корреляции несколько

снижался до 0,74, тем не менее, связь считается высокой. Во второй

подопытной группе (больные-павшие телята) коэффициент корреляции равен r=-

0,96, что указывает на наличие высокой отрицательной связи, с увеличением

фагоцитарной активности (2-й день) уменьшается бактерицидная активность.

Таблица 3.16

Показатели гуморальной защитной реакции организма новорожденных телят

(Р<0,05)

|Возраст телят |Бактерицидная активность (%) сыворотки крови телят(x±m) |

|До поения молозива|21,82 ± 0,55 |21,91 ± 0,58 |21,86 ± 0,55 |

|2-й день |33,91 ± 0,44 |28,00 ± 0,30 |20,28 ± 0,52 |

|5-й день |35,91 ± 0,44 |41,09 ± 0,23 |20,00 ± 0,82 |

|10-й день |36,00 ± 0,25 |31,82 ± 0,42 |- |

|20-й день |37,27 ± 0,27 |34,18 ± 0,42 |- |

|30-й день |42,18 ± 0,42 |36,73 ± 0,27 |- |

3.5. Комплементарная активность сыворотки крови новорожденных телят

Механизм действия комплемента заключается в повреждении структуры

клеточной стенки микробной клетки, которая не распадается целиком, в ней

образуются полости, отверстия через которые вытекает цитоплазма.

Повреждение оболочки нарушает осмотическое давление, что также вызывает

гибель клетки. Феномен лизирующего действия комплемента хорошо выражен в

отношении грамотрицательных бактерий, но грамположительные бактерии, как

правило, не разрушаются комплементом.

В микробиологической и клинической иммунологии широко используется

гемолитический метод титрования комплемента и сравнительно реже определение

содержания комплемента до его бактерицидной или цитотоксической активности

и количественное определение в весовых единицах.

В основе принципа гемолитического метода определения комплемента лежит

гемолиз сенсибилизированных гемолизином эритроцитов в присутствии

комплемента. Количество комплемента в испытуемой сыворотке выражают в

условных единицах гемолиза. Титр комплемента определяют по 50 % гемолиза

[С. J. Howard, A. A. Glynn, 1971; И. М. Архангельский, 1976; О. Н.

Грызлова, П. А. Емельяненко, В. Н. Денисенко, 1978].

В результате проведенных исследований установлено, что (табл. 3.20-

3.23) комплементарная активность у новорожденных телят (контрольная группа

- здоровые телята) возрастает достоверно (Р<0,05) до 30-дневного возраста

по сравнению с периодом до поеная молозивом. Так, активность комплемента на

2-й день, после выпойки молозива увеличилась в 1,35 раза, на 5-й день в

1,38 раза, на 10-й день в 1,46 раза и на 30-й день в 1,67 раза, что

соответствует до выпойки молозива 153,75±0,55, на 2-й день 208,08±0,42, на

5-й день 21З,00±0,68, на 10-й день 224,67±0,47 и на 30-й день 256,83±0,60

ед/мл.

В первой подопытной группе (больные телята) также имеет место тенденция

увеличения активности комплемента в связи с возрастным периодом. Так, на 2-

й, 5-й, 10-й день это увеличение составило 1,19, 1,13 и 1,14 раза, что

соответствует до выпойки молозива 153,50±66, на 2-й день 183,50±0,50, на 5-

й день 173,50±0,61 и на 10-й день 774,50 ± 0,51. Достоверное увеличение

комплементарной активности сыворотки крови отмечали на 20-й и 30-й дни по

сравнению с 5-м и 10-м дневным периодом 184,67±0,38 и 194,50±0,44 по

сравнению с 173,50±0,81 и 174,50±0,51 (Р<0,05).

Во второй подопытной группе (павшие телята) отмечали не достоверное

повышение комплементарной активности. Так, активность комплемента до

выпойки молозива, была равна 153,71±1,03 на 2-й и 5-й день, этот показатель

соответствовал 169,43±0,57 и 170,00±0,82 (увеличение равнялось в 1,10 и

1,11 раза).

Следовательно, увеличение комплементарной активности в 1,0 и 1,11 раза

не было адекватным значению комплемента, обеспечивающему сохранность

новорожденных телят.

Таблица 3.20

Комплементарная активность сывороток крови телят в зависимости от

клинического статуса (x±m)

|До поения молозивом |153,75 ± 0,55 |153,50 ± 0,66 |153,71 ± 1,03 |

|2-й день |208,08 ± 0,42 |183,50 ± 0,50 |169,43 ± 0,57 |

|5-й день |213,00 ± 0,68 |173,50 ± 0,61 |170,00 ± 0,82 |

|10-й день |224,87 ± 0,47 |174,50 ± 0,51 |- |

|20-й день |242,50 ± 0,47 |184,64 ± 0,38 |- |

|30-й день |256.83 ± 0,60 |194,50 ± 0,44 |- |

3.6. Лизоцимная активность сыворотки крови

Лизоцим по своей природе является ферментом (ацетилмурамидаза) и

содержится почти во всех органах и тканях животных. Содержание его в

сыворотке крови новорожденных телят коррелирует с бактерицидной

активностью. Лизоцим стимулирует фагоцитоз нейтрофилов и макрофагов, синтез

антител, а также способен разрушать липополизахаридные поверхностные слои

клеточных стенок большинства бактерий. Снижение титра лизоцима. или

исчезновение его в крови приводит к возникновению инфекционной болезни [X.

Я. Грант, Л. И. Яворский, И. А. Блумберг, 1973; И. М. Архангельский, 1976;

Ю. А. Ширванян, А. А. Акопов, 1985; С. И. Плященко, 1991].

На основании проведенных опытов на телятах (табл. 3.24-3.27) от

рождения до 30-дневного возраста установлено, что новорожденный организм

обладает достаточно выраженной лизоцимной активностью. Так, после выпойки

молозива лизоцимная активность у здоровых телят (контрольной группы)

увеличилась на 2-й день в 2,77 раза, на 5-й день в 2,82 раза и на 10-й день

в 2,9 раза. На 30-й день лизоцимная активность в процентном отношении

равнялась уровню лизоцимной активности сыворотки крови новорожденных телят

2-дневного возраста.

В первой подопытной группе (больные телята) лизоцимная активность

увеличивалась после выпойки молозива, на 2-й день в 1,97 раза, на 5-й день

в 1,41 раза и на 10-й день в 1,89 раза. На 30-й день лизоцимная активность

существенно не отмечалась от уровня ее у телят 2-дневного возраста.

Во второй подопытной группе (павшие телята) лизоцимная активность

сывороток крови после выпойки молозива, на второй день увеличилась в 1,3

раза и на 5-й день в 1,25 раза. Увеличение было существенно недостоверным.

Таблица 3.24

Лизоцимная активность крови телят в зависимости от клинического статуса

(X±m)

|До поения молозива |1,49±0,007 |1,49±0,005 |1,49±0,006 |

|2-й день |4,13±0,03 |2,93±0,013 |1,95±0,02 |

|5-й день |4,21±0,01 |2,10±0,03 |1,87±0,015 |

|10-й день |4,32±0,009 |2,82±0,006 |- |

|20-й день |4,31±0,01 |2,92±0,009 |- |

|30-й день |4,14±0,02 |3,00±0,01 |- |

3.7. Пропердиновая активность сыворотки крови

Большую роль в естественной резистентности организма играет пропердин,

который обладает разносторонним биологическим действием, так, например, в

присутствии комплемента и ионов магния он способен разрушить сальмонеллы,

эшерихии, протей, псевдомонасы, шигеллы, сенную палочку. Полная инактивация

пропердина происходит при 58°С в течение 30 мин. За единицу действия

пропердина принимают то количество, которая способно инактивировать третий

компонент комплемента в 1 мл сыворотки, лишенной пропердина [ И. М.

Архангельский, 1976; П. А. Емельяненко, О. И. Грызлова, Г. Н. Печникова и

М. Н. Тулупова, 1980; С. И. Плященко, В. Т. Сидоров, А. Ф. Трофимов, 1990].

В результате проведенных исследований (табл. 3.28-3.31) на телятах от

рождения до 30-дневного возраста установлено, что организм новорожденных

телят обладает существенной пропердиновой активностью по сравнению с

животными до выпойки молозива.

Так, на 2, 5-й день после выпойки молозива и на 10-й день после

выпойки молока пропердиновая активность увеличилась соответственно в 1,41,

1,77 и в 1,71 раза. На 20 и 30-й дни существенного изменения в

количественном содержании пропердина в сыворотки крови новорожденных телят

по сравнению со 2-, 5- и 10-ым днем не установили.

В первой подопытной группе (больные телята) пропердиновая активность

после выпойки молозива, на 2-й день не изменялась(2,98±0,03 против

2,95±0,04),' на 5-й день достоверного изменения, также не устанавливали по

сравнению с периодом до поения молозива (3,2±0,44 против 2,95±0,04) и

только в 10-дневном возрасте пропердиновая активность увеличилась в 1,5

раза и была существенно достоверной (4,42±0,04 против 2,95±0,04).

Таблица 3.28

Количественное содержание пропердина в сыворотке крови телят в зависимости

от клинического статуса (x±m)

|До поения молозива |2,97±0,04 |2,95±0,04 |2,93±0,03 |

|2-й день |4,19±0,03 |2,98±0,03 |2,78±0,03 |

|5-й день |5,25±0,05 |3,21±0,44 |2,77±0,025 |

|10-й день |5,07±0,04 |4,42±0,04 |- |

|20-й день |4,89±0,02 |4,63±0,036 |- |

|30-й день |5,04±0,04 |4,72±0,03 | |

ВЫВОДЫ

. Основной признак при колибактериозе телят - некомпенсированный

метаболический ацидоз. Сопутствующими ацидозу были отклонения в уровнях

сывороточных хлоридов, кальция, и калия.

. Установлена связь между кислотно-щелочным равновесием и катаболизмом.

Катаболизм отражает недостаточно функционирующие физиологические

механизмы, воздействующие на причинный агент.

. Новорожденные телята обладают защитно-приспособительной фагоцитарной

реактивностью по отношению к Е. соli и эти бактерии поглощаются

фагоцитами животного, еще не получавшего молозива. Уровень фагоцитарной

активности и фагоцитарной интенсивности достоверно повышался у телят до 5-

дневного возраста.

. Бактерицидная активность сыворотки крови зависела от возраста телят и

была наиболее низкой у новорожденных животных до приема молозива.

Увеличение бактерицидной активности отмечали у здоровых телят в 3-5-

дневном возрасте по сравнению с периодом до выпойки молозива.

. Коэффициент корреляции между фагоцитарной и бактерицидной активностью у

больных телят был равен 0,81, что указывает на высокую степень

взаимосвязи между данными показателями.

. Новорожденные животные обладают комплементарной, лизоцимной и

пропердиновой активностью, еще до выпойки молозива, что указывает на их

синтез самим организмом.

. Комплементарная активность у новорожденных телят возрастала достоверно

(P<0,05) до 30-дневного возраста по сравнению с периодом до выпойки

молозива, особенно , в контрольной группе (здоровые), в то время как в

группе больных увеличение было недостоверным (Р(0,05).

. Увеличение лизоцимной активности установили у новорожденных телят в 2-5 и

10 -дневном возрасте; увеличение исследуемого показателя в группе болъных

было статистически недостоверным (Р>0,05).

. Пропердиновая активность в сыворотке крови достоверно повышалась

(Р>0,05) в контрольной группе животных в 2-5 и 10-дневном возрасте, в то

время как в группе больные-павшие, содержание пропердина в сыворотке

крови в аналогичный период существенно не изменялось (Р>0,05).

РАЗДЕЛ 4

ЭФФЕКТИВНОСТЬ ЛЕКАРСТВЕННЫХ ПРЕПАРАТОВ ПРИ КОЛИБАКТЕРИОЗЕ НОВОРОЖДЕННЫХ

ТЕЛЯТ

4.1. Эффективность применения колостральной сыворотки и лактоглобулина для

коррекции иммунодефицита неонатальных телят

Сыворотка молозива коров обладает высокой антибактериальной

активностью и защищает организм новорожденного от внедрения бактерий,

других чужеродных клеток и токсинов. К антибактериальным факторам

сыворотки молозива относятся иммуноглобулины (антитела), которые имеют

большое значение для невосприимчивости новорожденных телят к инфекционным

болезням. Поскольку плацента коров непроницаема для антител

крови,·новорожденные фактически лишены защиты от микроорганизмов. В

постнатальный период они получают антитела в виде иммуноглобулинов

молозива, которые в первые часы жизни в неселективном виде проходят через

стенки их кишечника в кровь.

Колостральную сыворотку получали путем добавления 10 мл 1 %-ного

раствора пепсина на 100 мл молозива с последующим выдерживанием смеси в

термостате при 38° С в течение 4-6 ч. Сыворотку отделяли фильтрацией через

(бумажный фильтр от взвешенных частиц, затем проводили фильтрацию через

бактериальный фильтр Зейтца.

Для выделения лактоглобулинов к сыворотке молозива добавляли два или

три объема дистиллированной воды в зависимости от содержания белка, затем в

смесь при постоянном помешивании добавили тонкой струей насыщенный раствор

сернокислого аммония до 38 %-ного насыщения. Выпавший осадок

лактоглобулинов отделяли фильтрацией. Лактоглобулины освобождали от

сернокислого аммония путем диализа. Впоследствии лактоглобулины разбавляли

дистиллированной водой до получения 10 %-ного раствора белка, рН

полученного раствора доводили до 7,2, 3 %-ным едким натрием и добавляли в

раствор хлорид натрия до 0,85 %-ного насыщения.

После проверки на стерильность и безвредность лактоглобулин

использовали с профилактической и лечебной целью.

Работа проведена в учебном хозяйстве «Кетросу» района Анений Ной. В

данном хозяйстве анализировали условия содержания и кормления стельных

коров и новорожденных телят, наблюдая клиническую картину и течение

болезни, анализировали эффективность лечебных мероприятий, производили

патологоанатомическое вскрытие и бактериологические исследования с

последующей идентификацией выделенных культур.

Для патологоанатомических и бактериологических исследований

использовали животных не подвергшихся лечению антибиотиками и

химиотерапевтическими препаратам, через 1-4 ч после гибели, а также убитых

с диагностической целью.

Высевы производили на МПА, МПБ и агар Эндо в чашках Петри из

содержимого крови, сердца, селезенки, почек, печени, желчного пузыря,

костного мозга, мезентеральных лимфатических узлов пораженных участков

тонкого отдела кишечника.

Для идентификации снимали с агара Эндо по 3 одинаковые, не

отличающиеся по цвету и морфологии, колонии.

Видовую принадлежность выделенных культур устанавливали путем изучения

культурально-морфологических и тинкториальных свойств, ферментативной

активности, а также по патогенности для белых мышей и серологической

типизации.

Анализ показал, что в обследованном хозяйстве имеет место нарушения

санитарно-гигиенических и ветеринарных правил содержания и кормления коров

и новорожденных телят. В хозяйстве в первые 2-3 дня жизни заболевали почти

все новорожденные животные с признаками диареи. Летальность варьировала до

50 % и более. Гибель новорожденных наступала в отдельных случаях в первые

сутки жизни, но в большинстве случаев в течении первых десяти суток.

Клиническая картина болезни проявлялась угнетением, вялостью, пониженным

аппетитом, диареей.

Патологоанатомическому и бактериологическому исследованию подвергнуто

5 трупов и фецес больного теленка, У 4 трупов картина

патологоанатомического вскрытия соответствовала специфической форме

колибактериоза, а в одном случае изменения характеризовались поражением

желудочно-кишечного тракта и мезентеральных лимфатических узлов.

Из органов 5 трупов и фецеса больного теленка выделена 21 культура.

Вирулентность выделенных культур была различной и она варьировала в

пределах одного трупа и даже одного органа.

Из большинства паренхиматозных органов, или мезентеральных

лимфатических узлов и пораженных участков тонкого участка кишечника

выделена чистая культура Е. coli энтеропатогенных серогрупп (О78:К80;

О119:К69; О137:К79). Серологическую типизацию по О-антигену проводили при

помощи О-диагностических сывороток, приготовленных Армавирской биофабрикой.

Определение К-антигена проводили при помощи ОК-сывороток Московского

института вакцин и сывороток имени И. И. Мечникова.

Для коррекции иммуноглобулинового дефицита (меньше 20 мг/мл по цинк-

сульфатному тесту) вводили внутривенно по 50 мл лактоглобулина или по 100

мл колостральной сыворотки через 24-36 ч после первой выпойки молозива (не

позже 2 ч после рождения) телятам.

С целью профилактики и лечения больных животных колостральную

сыворотку и лактоглобулины применяли телятам 1-2 -дневного возраста.

Одновременно исключали одну выпойку молозива, заменяя ее подогретым до 37-

38° С изотоническим раствором хлорида натрия в количестве 1000 мл и вводили

внутримышечно или подкожно по 0,5 мл лактоглобулина или по 1 мл

колостральной сыворотки на 1 кг живой массы теленка. Препараты перед

применением подогревали на водяной бане до 37-38°С.

При последующем кормлении телятам однократно вводили по 300-350 мл

молозива разбавленного изотоническим раствором хлорида натрия (800-1000мл),

постепенно увеличивая в каждое последующее кормление количество молозива на

150-200 мл до полной суточной дозы.

Препараты инъецировали повторно через 24 ч. Лечение телят продолжали

до полного исчезновения клинических признаков заболевания (улучшение общего

состояния, восстановления приема молозива др.). Выздоровление телят, как

правило, наступало после 2-3 разового применения колостральной сыворотки

или лактоглобулина. Препараты не оказывали побочного действия и не вызывали

осложнений. Противопоказаний к их применению нет.

Наряду с применением колостральной сыворотки и лактоглобулина, в

хозяйстве проводили комплекс ветеринарно-санитарных мероприятий,

предусмотренных при выращивании телят молозивного периода [B. C. Шипилов,

В. П. Шишков, В. Г. Зароза, В. П. Карев, Г. Д. Смоленская, 1987].

Проведение указанных мероприятий приводило, как правило, к ликвидации

заболевания.

Наставление по применению колостральной сыворотки и лактоглобулина с

цепью профилактики колибактериоза телят одобрено научно-техническим советом

Министерства сельского хозяйства и продовольствия Республики Молдова

(протокол №3 от 3.Х.91 г.).

4.2. Эффективность лактоглобулина и ретинола применяемых с целью коррекции

иммунодефицита новорожденных телят.

Лечение новорожденных телят при иммунодефицитном состоянии без

применения иммунокорректирующих препаратов очень затруднительно в связи с

тем, что телята рождаются гипогаммаглобулинемичными, крайне важна быстрая

абсорбция колостральных иммунных лактоглобулинов, что связано с

своевременным поглощением молозива. Эффективность абсорбции иммунных

лактоглобулинов связано с количеством проглоченного молозива, возраста

телят и влияния присутствия коров-матерей в течение первых 24 ч жизни.

Для идентификации иммунодефицита телят применяют простой, но точный

тест — цинк-сульфатный.

Известны способы лечения колибактериоза у телят, основанные на

использовании препаратов, содержащих антибиотики, сульфаниламиды и

нитрофураны.

Однако они обладают целым рядом недостатков. Прежде всего они

характеризуются весьма относительной лечебной эффективностью.

Микроорганизмы быстро адаптируются к антибиотикам, становятся

полирезистентными. Тестирование эффективности терапевтических препаратов

против колибактериоза у телят зависит от определения концентрации

сывороточных иммуноглобулинов, так как при низкой концентрации лечение, как

правило, не эффективно.

Наиболее близким предлагаемому является способ лечения колибактериоза у

телят с использованием лактоглобулина путем выпаивания в дозе 150-200 мл

[R. Aschaffenburg, S. Bartlett, S. K. Kon, J. M. Roy and D. M. Walker,

1951a]. Однако данный способ не обеспечивает достижения терапевтического

эффекта.

Задачей является повышение эффективности лечения за счет коррекции

иммунодефицита и поддержания нормального состояния эпителия слизистых

оболочек пищеварительного тракта новорожденных телят.

Это достигается тем, что в способе лечения телят от колибактериоза,

предусматривающем использование лактоглобулина дополнительно вводят ретинол

(ретинола ацетат) внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки в

течение 2-3 суток, причем лактоглобулин вводят внутривенно в дозе 75-80 мл

1 раз в сутки в течение 1-2 суток.

Совместное действие обоих препаратов обеспечивает высокую эффективность

лечения. При этом повышается неспецифическая иммунологическая реактивность

организма, способствующая подавлению жизнедеятельности возбудителя болезни.

В свою очередь, исключение использования антибиотиков способствует

сохранению эубактериоза организма и предотвращает развитие аллергических

реакций у людей.

Способ осуществляется следующим образом. Вводят ретинол (ретинола

ацетат) внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки в течение 2-3

суток, причем лактоглобулин вводят внутривенно в дозе 75-80 мл 1 раз в

сутки в течение 1-2 суток.

Пример осуществления способа. На молочной ферме учхоза «Кетросу» с

поголовьем 220 коров заболели колибактериозом 64 теленка. Для лечения

заболевших животных был использован предлагаемый способ, в соответствии с

которым инъецировали внутривенно лактоглобулин в дозе 75-80 мл 1 раз сутки

а течение 1-2 суток, а также вводили ретинол (ретинола ацетат)

внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки а течение 2-3 суток. В

результате проведенного лечения выздоровело 62 теленка.

Для определения оптимальных параметров способа был поставлен ряд

опытов, результаты которых сведены в таблицы 4.1-4.5.

Таблица 4.1.

Определение разовой дозы лактоглобулина

|1 |20 |60 |1 |0 |

|2 |20 |65 |1 |0 |

|3 |20 |70 |1 |20 |

|4 |20 |75 |1 |40 |

|5 |20 |80 |1 |40 |

|6 |20 |85 |1 |40 |

Как следует из таблицы, введение лактоглобулина в дозе менее 75 мл не

эффективно или мало эффективно. При повышении дозы более 80 мл дальнейшего

увеличения эффективности лечения не происходит. Таким образом, оптимальной

является разовая доза внутривенного введения лактоглобулина в пределах 75-

80 мл.

Таблица 4.2

Определение кратности введения лактоглобулина

|1 |20 |75 |1 |75 |

|2 |20 |75 |2 |80 |

|3 |20 |75 |3 |80 |

|4 |20 |75 |4 |80 |

Таким образом, оптимальным является введение лактоглобулина в течение 1-

2 суток. Дальнейшее введение лактоглобулина не приводит к росту

эффективности лечения.

Таблица 4.3

Определение оптимальной дозы ретинола в комплексе с лактоглобулином.

| | |в мл | | | |

|1 |20 |75 |2 |50000 |80 |

|2 |20 |75 |2 |75000 |80 |

|3 |20 |75 |2 |100000 |85 |

|4 |20 |75 |2 |125000 |85 |

|5 |20 |75 |2 |150000 |85 |

|6 |20 |75 |2 |175000 |85 |

Оптимальной является доза ретинола применяемого в комплексе с

лактоглобулином в количестве 100000-150000 МЕ на однократное введение.

Меньшее количество препарата не обеспечивает достаточно высокой

эффективности лечения, а повышение дозы не приводит к увеличению процента

выздоровления заболевших животных.

Таблица 4.4

Определение кратности введения ретинола.

| | | |на | | | |

|1 |20 |75 |2 |125000 |1 |80 |

|2 |20 |75 |2 |125000 |2 |95 |

|3 |20 |75 |2 |125000 |3 |95 |

|4 |20 |75 |2 |125000 |4 |95 |

Как следует из таблицы, ретинол целесообразно вводить 1 раз в сутки в

течение 2-3 суток. Однократное его введение не обеспечивает достаточно

высокой эффективности лечения. При продолжении введения ретинола более 3-х

суток дальнейшего роста эффективности лечения не происходит. Таким образом,

как следует из проведенных исследований, оптимальная терапевтическая

эффективность лечения колибактериоза достигается при внутримышечном

введении телятам ретинола в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки в течение 2-

3 суток в сочетании с внутривенным введением лактоглобулина в дозе 75-80 мл

1 раз в сутки в течение 1-2 суток. Такой способ лечения колибактериоза у

телят обеспечивает достижение терапевтической эффективности порядка 95,0 %.

Таблица 4.5

Сравнительная терапевтическая эффективность препаратов.

| |во | | |о в %|

| |в | | | |

|1. Предлагаемый комплекс |20 |75-80мл |1 раз в сутки в |95,0 |

|3. Прототип |20 |150-200 мл |Однократное |20,0 |

4.3. Применение хлорпромазина и Т-активина для лечения телят, больных

колибактериозом

Лечение новорожденных телят очень затруднительно, в связи с

резистентностью энтеротоксических штаммов Е. coli к большинству доступных

химиотерапевтических средств.

Известны способы лечения колибактериоза у телят, основанные на

использовании препаратов, содержащих антибиотики и сульфаниламиды.

Однако известные способы обладают целым рядом недостатков. Прежде

всего, они характеризуются весьма относительной лечебной эффективностью

часто наблюдаются рецидивы заболевания. Возбудитель колибактериоза быстро

приобретает резистентность к большинству доступных химиотерапевтетеских

средств.

Наиболее близким предлагаемому является способ лечения колибактериоза у

новорожденных поросят с использованием препаратов производных фенотиазина,

обладающих сильным антисекреторным действием и ограничивающих чрезмерную

активность циклического АМФ.

Однако данный способ не обеспечивает достижения терапевтической

эффективности.

Задачей является повышение эффективности лечения за счет увеличения

бактерицидного действия на возбудителя колибактериоза и повышения

неспецифической резистентности организма.

Это достигается тем, что в способе лечения телят от колибактериоза,

предусматривающем применение хлорпромазина (аминазина) дополнительно вводят

подкожно 0,01 %-ный раствор Т-активина в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно в

течение 2-3 суток, а аминазин вводят внутримышечно в форме 2,5 %-ного

раствора в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3

суток,

Совместное введение обоих препаратов обеспечивает высокую эффективность

лечения, предотвращающего рецидивы заболевания. При этом повышается

неспецифическая резистентность организма, способствующая скорейшему

ингибированию возбудителя болезни. Кроме того, исключение использования

антибиотиков способствует сохранению эубиоза предотвращает развитие

аллергии у людей.

Способ осуществлялся следующим образом. Вводят подкожно 0,01 % раствор

Т-активина в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно в течение 2-3 суток, а аминазин

вводят внутримышечно в форме 2,5 %-ного раствора в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг

живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3 суток.

Пример осуществления способа. На молочной ферме учхоза «Кетросу» с

поголовьем 220 голов заболели колибактериозом 62 новорожденных теленка. Для

лечения заболевания животных был использован предлагаемый способ, в

соответствии с которым вводили больным телятам аминазин 2,5 %-ной

концентрации на 0,5-ном растворе новокаина внутримышечно в дозе 0,6-0,8 мл

на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 3 суток. Одновременно с этим

подкожно вводили 0,01 %-ный. раствор Т-активина в дозе 0,8-1,0 мл 1 раз в

сутки в течение 3 суток. В результате проведенного лечения выздоровело 58

телят. Для определения оптимальных параметров способа был поставлен ряд

опытов, результаты которых сведены в табл. 4.6-4.10.

Таблица 4.6

Определение разовой дозы аминазина

|1 |15 |0,4 |1 |0 |

|2 |15 |0,5 |1 |0 |

|3 |15 |0,6 |1 |20 |

|4 |15 |0,7 |1 |40 |

|5 |15 |0,8 |1 |40 |

|6 |15 |0,9 |1 |40 |

Как следует из таблицы, введение аминазина в дозе менее 0,6 мл

неэффективно или малоэффективно при повышении дозы более 0,8 мл дальнейшего

увеличения эффективности лечения не происходит. Таким образом, оптимальной

является разовая доза внутримышечного введения 2,5 %-ного раствора

аминазина в пределах 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы.

Таблица 4.7

Определение кратности введения Т-активина.

| | | | | |а | |

|1 |15 |0,6 |3 |1,0 |1 |80 |

|2 |15 |0,6 |3 |1,0 |2 |93,4 |

|3 |15 |0,6 |3 |1,0 |3 |93,4 |

|4 |15 |0,6 |3 |1,0 |4 |93,4 |

Как следует из табл. 4.7, Т-активин целесообразно вводить 1 раз в сутки

в течение 2-3 суток. Однократное его введение не обеспечивает достаточно

высокой эффективности лечения. При продолжении введения Т-активина более 3-

х суток дальнейшего роста эффективности леченая не происходит.

Таблица 4.8

Определение кратности введения аминазина

|1 |15 |0,6 |1 |0 |

|2 |15 |0,6 |2 |0 |

|3 |15 |0,6 |3 |20 |

|4 |15 |0,6 |4 |40 |

Таким образом, при введении аминазина менее 2-х раз не достигается

высокая эффективность лечения. Оптимальным является введение аминазина в

течение 2-3 суток. Дальнейшее введение аминазина не приводит к росту

эффективности лечения.

Таблица 4.9

Определение оптимальной дозы Т-активина в комплексе с аминазином

|1 |15 |0,6 |3 |0,7 |60 |

|2 |15 |0,6 |3 |0,8 |80 |

|3 |15 |0,6 |3 |0,9 |80 |

|4 |15 |0,6 |3 |1,0 |80 |

|5 |15 |0,6 |3 |1,1 |80 |

Оптимальной является доза Т-активина в количестве 0,8-1,0 мл на одно

введение. Меньшее количество препарата не обеспечивало достаточно высокой

эффективности лечения, а повышение дозы не приводит к увеличению процента

выздоровления заболевших животных.

Таблица 4.10

Сравнительная терапевтическая эффективность препаратов

|1. |15 |0,6-0,8 мл |1 раз в сутки |93,4 |

|3. Прототип |15 |0,6 мл |Однократное |33,3 |

|син. | | | | |

Таким образом, как следует из проведенных исследований, оптимальная

терапевтическая эффективность лечения колибактериоза, достигается при

внутримышечном введении аминазина в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1

раз в сутки и Т-активина в дозе 0,8-1,0 мл подкожно 1 раз в сутки в течение

2-3 суток. Такое осуществление способа лечения колибактериоза у телят

обеспечивает достижение терапевтической эффективности порядка 93,4 %.

ВЫВОДЫ

. Для коррекции иммунодефицита (уровень иммуноглобулинов меньше 20 мг/мл по

цинк-сульфатному тесту) новорожденным телятам вводить внутривенно по 50

мл лактоглобулина или по 100 мл колостральной сыворотки.

. Оптимальная терапевтическая эффективность лечения колибактериоза

достигается при внутримышечном введении телятам ретинола в дозе 100000-

150000 ME 1 раз в сутки в течение 2 - 3 суток в сочетании с внутривенным

введением лактоглобулина в дозе 75-80 мл 1 раз в сутки в течение 1 - 2

суток.

. Внутримышечное введение хлорпромазина в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой

массы 1 раз в сутки и Т-активина в дозе 0,8-1,0 мл подкожно 1 раз в сутки

в течение 2 - 3 суток обеспечивает достижение терапевтической

эффективности порядка 93,4%.

5. Обсуждение результатов исследований.

Выполненная работа посвящена исследованию состоянию естественной

резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при

колибактериозе.

Постановка данного вопроса вызвана тем, что эта инфекция еще до сих пор

сравнительно широко распространена в хозяйствах республики и наносит

большой экономический ущерб, вследствие гибели телят, затрат труда и

средств на лечение больных, а также за счет вынужденного выращивания

слабого, недоразвитого после переболевания молодняка. Все это отрицательно

сказывается на воспроизводствe стада, как одного из важнейших факторов

роста поголовья и повышения продуктивности животных.

В комплексе задач по профилактике и лечению колибактериоза важное место

занимает специфическая и неспецифическая иммунологическая реактивность, и

ее коррекция посредством различных иммуномодуляторов и антисекреторных

факторов.

Учитывая, что молозиво является единственным источником

иммуноглобулинов, а, следовательно, и иммунологической защиты, т.е.

специфической резистентности, необходимо создавать такие условия содержания

и кормления стельных коров, чтобы добиться увеличения выхода молозива с

высоким уровнем иммуноглобулинов и широкой противомикробной специфичностью.

Основная часть иммуноглобулинов поступает в секрет молочной железы из крови

в неизменном состоянии, аккумулируясь в молозиве за 3-9 дней до отела.

Основным иммуноглобулином молозива коров является IgG. Иммуноглобулины

классов М и А частично синтезируются плазматическими клетками молочной

железы. По данным E. W. Fisher, A. A. Martinez, Z. Traianin, 1975; В. М.

Чекишев, В. М. Васильев, А. И. Кабанцев, 1983; H. Balbierz, M.

Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983; Н. В. Матузенко, Е. В. Андреев, А. И.

Собко, 1990; Д. Н. Масюк, 1997, уровень IgG в молозиве первого удоя

составляет 73,4-122,2 мг/мл, IgM и IgA – соответственно 6,0 и 8,0 мг/мл.

По нашим данным, содержание иммуноглобулинов различных классов

значительно варьирует, особенно заметно превалирует концентрация IgG в

секрете молочной железы и в сыворотке крови по сравнению с IgМ и IgА.

Количественное содержание IgG в молозиве составляло 49,5±0,21 мг/мл, тогда

как концентрация IgМ и IgА равнялась соответственно 4,16±0,16 мг/мл и

3,93±0,28 мг/мл.

Содержание IgG в сыворотке крови равнялось 18,29±0,27 мг/мл, в то время

как концентрация IgМ и IgА составляла соответственно 2,54±0,07 мг/мл и

0,49±0,02 мг/мл.

При изучении количественного содержания иммунных глобулинов в сыворотке

молока установили значительное превышение IgG (0,59±0,03 мг/мл) в

сопоставлении с уровнем IgМ (0,05±0,01 мг/мл) и IgА (0,13±0,01 мг/мл).

Процентное отношение содержания иммунных глобулинов в сыворотке крови и

секрете молочной железы коров к общему уровню иммуноглобулинов составило

соответственно в сыворотке крови IgG — 85,78 %; IgМ — 11,92 и IgА — 2,3 %.

В сыворотке молозива эти показатели равнялись: IgG — 85,96 %; IgМ — 7,25 и

IgА — 6,82 %.

Процентное отношение содержания иммунных глобулинов в сыворотке молока к

общему уровню составило: IgG 76,62; IgМ — 6,50 и IgА — 16,88.

Установлено [Ю. Н. Федоров, 1996], что однократная дача молозива с

содержанием 80 мг/мл телятям через 6, 12, 36 и 48 ч после рождения дает

средние показатели иммуноглобулинов в сыворотке телят соответственно 66;

47; 12; 7 и 6 % от 100 % рассчитанного предложенного количества

иммуноглобулинов.

Следовательно, чем раньше новорожденный теленок получит первое молозиво,

тем более высокий уровень иммуноглобулинов поступает в кровоток.

Иммунологический статус, а, следовательно, своевременность и

адекватность получения молозива у новорожденных телят контролировали в

условиях хозяйства. С этой целью использовали цинк-сульфатный и натрий

сульфитный тесты. Наиболее простым и информативным был пробирочный тест с

сульфатом натрия. Данный метод давал возможность определять своевременность

получения телятами молозива после рождения, принимать меры направленные на

повышение иммунологического статуса. Это достигалось как дополнительной

дачей молозива так и пероральным введением колостральной сыворотки и

лактоглобулина, согласно методическим указаниям, утвержденным НТС МСХ и

продовольствия Республики Молдова, Кишинев, 1994.

На значения молозива для новорожденных впервые указали Th. Smith and R.

B. Little, 1922, которые предполагали, что телята приобретают защиту против

белого поноса, получением из молозива материнских антител и демонстрировали

защиту морских свинок протективными веществами молозива, против

определенных штаммов Е. coli.

Однако, протективное действие молозива можно представить не как

универсальное, а как лимитирующее и специфическое, так как определенные

штаммы Е. coli против которых молозиво становится неэффективным, постепенно

становятся доминантными.

При определении уровня иммуноглобулинов в сыворотке крови новорожденных

телят установили, что концентрация колостральных иммунных глобулинов в

крови телят до приема молозива составила 0,18±0,08 мг/мл. Этот уровень,

главным образом, связан с IgG. Через 24 ч после выпойки молозива содержание

иммуноглобулинов достигало 23,94±1,71 мг/мл или увеличилось в 133 раза.

Новорожденные телята с содержанием иммуноглобулинов 23,94±1,71 мг/мл

(доверительный интервал 19,19-28,69 мг/мл) переболевали легкой формой

диареи на третьи сутки. Даже такая высокая концентрация иммуноглобулинов не

обеспечивает иммунологический статус новорожденных телят, что связано со

значительной инфицированостью внешней среды и снижением вследствие этого

защитного уровня молозива.

Содержание иммуноглобулинов через 24 ч в сыворотке крови телят сильно

варьировало в составило от 19,85 до 29,11 мг/мл. Такая разница объясняется

количеством проглоченного теленком молозива.

Способность новорожденных животных адаптироваться к изменениям внешней

среды лимитировано и изменение условий, не влияющих на взрослых животных,

может плохо отразиться на состоянии здоровья телят. Известно, что стресс

является способствующим фактором возникновения диареи у телят. Причиной

стресса могут быть различные условия внешней среды, порой самые безобидные

и поэтому весьма трудно их предотвратить. Даже перемещение является

причиной стресса, который приводит к увеличению уровня заражения

инфекционными агентами. Низкая температура, сквозняки, влажная подстилка

способствуют возникновению и распространению инфекции. Следовательно,

иммунологический статус, необходимый для защиты организма зависит от

количества молозива, проглоченного теленком в первые минуты жизни и условий

внешней среды.

При концентрации иммуноглобулинов 15,37±0,19 мг/мг (доверительный

интервал 14,82-15,90 мг/мл) у животных отмечали септическую форму диареи,

депрессию, дегидратацию. Возникновение болезни характеризовалось профузным

поносом, усиленной перистальтикой кишечника, запавшими глазами, телята не

могли стоять и погибали в 7-10-дневном возрасте. Существенное уменьшение

концентрации иммунных глобулинов ассоциировалось с тяжелой формой

дегидратации и диареей.

Анализируя результаты абсорбции колостральных иммуноглобулинов

новорожденными телятами, необходимо отметить, что всасывание

иммуноглобулинов происходит в кишечнике и через лимфатические пути они

попадают в кровь. Иммуноглобулины появляются в лимфе через 1-2 ч после

поступления их в двенадцатиперстную кишку животных. Однако, факторы,

обеспечивающие всасывание нерасщепленных молекул белка, как и причины, по

которым оно становится невозможным, до настоящего времени изучены

недостаточно.

Некоторые авторы [J. E. Butler, C. A. Kiddy, C. Maxwele, M. B. Hylton,

A. Asofsky, 1971; J. E. Butler, C. Maxwele, 1972; P. Dobbelaar, I. P. T. M.

Noordhuizen and Van K. A. S. Keulen, 1987] указывают на существовании

специальных внутриклеточных рецепторов узнавания, обеспечивающих передачу

белков в крови. Исследования механизмов транспорта и катаболизма

иммуноглобулинов in vitro показывает, что на первых этапах всасывания

формируется комплекс между иммуноглобулинами и специфическими рецепторами

энтероцитов. Во взаимодействии с рецепторами клеток кишечника участвует Fc-

фрагмент иммуноглобулинов. По-видимому, связывание иммуноглобулинов с

клетками предохраняет их от катаболизма и способствует транспорту в крови.

Дальнейшее изучение колострального иммунитета новорожденных и

выживаемости животных в неонатальный период связано с разработкой ряда

вопросов выяснения механизма абсорбции иммуноглобулинов у новорожденных

животных и роли иммуноглобулинов различных классов в создании

колострального иммунитета; изучение клеточного колострального иммунитета;

определения наиболее важных факторов, оказывающих влияние на содержание

иммуноглобулинов в молозиве и сыворотке крови; унификация методов

исследования содержания иммуноглобулинов с целью получения сопоставимых

данных.

Изучая активность антител против К-антигена Е. coli в молозиве и в

сыворотке крови телят 1-2 -дневного возраста, установили, что она была

меньшей, чем активность против О-антигенов. Различная концентрация антител

(титр) в сыворотке новорожденных телят против К- и О-антигенов Е. coli

указывает, что кормление молозивом может стимулировать или подавлять синтез

антител к определенным антигенам в одинаковой степени независимо от места

их локализации в бактериальных клетках[B. Kaijser, S. Ahlstedt, 1977].

Иммуноглобулины в молозиво извлекаются селективной секрецией из

сыворотки крови коров. Следовательно, специфичность антител в молозиве

определяется специфичностью антител в сыворотке крови коров. Кроме того,

уровень антител в сыворотке крови коров зависит от воздействия на

иммунокомпетентные клетки специфических антигенов-иммуногенов, то есть

активность антител молозива коров является рефлекторным отражением

специфичности антигена. Вероятно, если определенные серотипы Е. coli

имеются во внешней среде (коровник, родильное отделение), коровы

впоследствии продуцируют специфические антитела и передают их через

молозиво телятам. это имеет место в том случае, когда инвазионные и

вирулентные серотипы Е. coli вызывают антигенную стимуляцию

иммунокомпетентных клеток большую, чем не вирулентные штаммы.

Высший средний титр колостральных антител против К-антигена Е. coli был

установлен против штамма Е. coli О137:К79. Идентификация антител в

сыворотке молозива и в сыворотке крови телят против серотипов Е. coli

О78:К80 и О119:К69 в более низких титрах и низшей частоте, может

постулироваться их незначительной вирулентностью, инвазивнностью или тем,

что антитела обладают перекрестной реакцией защиты и не специфичны для этих

серотипов.

Результаты абсолютного теста сыворотки молозива и сыворотки крови телят

указывают на перекрестную абсорбцию антител против Е. coli К- антигенов

исследуемых серотипов. Перекрестная абсорбция была, особенно, очевидной с 2-

типами В антигенов, так как абсорбция с 1 антигеном идентифицирует антитела

против 2 антигенов (О78:К80 и О119:К69). Эти данные подтверждают

значительную перекрестную реактивность антител к К-антигенам. Такая кросс-

реактивность антител обеспечивает защиту неонатальных телят против инфекции

с более чем 1 штаммом Е. coli. Следовательно, антитела с перекрестной

активностью против К-антигенов Е. coli в естественных условиях способствует

повышению резистентности неонатальных телят против различных штаммов.

Корреляционные таблицы биохимических показателей крови новорожденных

телят указывает, что определенные параметры имеют очень сходные поведение

(например, 1 и 4 бикарбонатная концентрация изменяется, непосредственно, в

зависимости от рН крови, феномен хорошо известный). На другие параметры

передается их обратная связь, как например, частичное соприкосновение с

противоположной связью СО2 и О2.

Кроме того, корреляционный анализ показывает на сопротивление между

парциальным давлением О2 в венозной крови и показателями кислотно-щелочного

равновесия, в частности парциального давления СО2 в порядке нейтрализации

метаболического ацидоза в нормальном противодействии уменьшающим количества

О2 в тканях. Следовательно, снижение парциального давления СО2 указывает на

уменьшение количества О2 в тканях.

Данные исследования показывают, что выжевшие телята имеют преимущество в

количественном отношении изучаемых величин перед павшими животными.

Концентрация калия (мера катаболизма) имеет тенденцию к увеличению, в то

время как концентрация натрия в крови уменьшается.

При тестировании естественной резистентности организма развивающихся

животных принципиально важным является вопрос о подборе тест-микроба.

Данные эпизоотологического анализа подтверждают, что во время

внутриутробного развития инфекционную патологию у крупного рогатого скота

вызывает преимущественно грамотрицательная микрофлора, поэтому для

определения противомикробной активности факторов естественной

резистентности (фагоцитоз, лизоцимная, бактерицидная активность),

использовали в качестве тест культуры эшерихии. Так как, по значимости в

патологии крупного рогатого скота, экологической пластичности, изученности

свойств, доступности для поддержания и использования требованиям,

предъявляемым к тест культурам, эшерихии являются наиболее подходящей

моделью.

При тестировании фагоцитарной активности лейкоцитов телят подбирали

соотношение тест-микроба и фагоцитирующих элементов, не допуская перегрузки

последних, что особенно важно для новорожденных животных. Во избежание

паралича фагоцитов, вызываемого патогенными факторами, в качестве тест

микроба использовали культуру не вирулентного штамма.

При определении бактерицидной активности особое внимание уделяли подбору

экспозиции контактирования тест- микроба с исследуемой пробой и тест штамма

эшерихий, колонии, которых для полноценного выявления противомикробных

свойств сыворотки должны быть в гладкой, а не в вариантных формах.

Лизоцимную активность определяли с учетом замедленной активности

фермента крупного рогатого скота, тщательной подготовки материала к

исследованию, что позволяло избегать ошибок, связанных с действием на тест-

микробы других метрических факторов исследуемой пробы.

Тестирование комплементарной активности сыворотки крови было основано на

подборе индикаторной системы, чувствительной к комплементу крупного

рогатого скота, который не вызывает лизиса эритроцитов в классической

гемолитической системе, вероятно, из-за лимитирующего содержания отдельных

компонентов [П. А. Емельяненко, О. И. Грызлова, Г. Н. Печникова и М. Н.

Тулупова, 1980].

Для определения пропердина использовали модифицированный метод, как

более доступный из-за удешевления источника комплемента и уменьшения объема

проб исследуемого материала [О. Н. Грызлова, П. А. Емельяненко, В. Н.

Денисенко, 1978].

Анализируя показатели неспецифической иммунологической реактивности

новорожденных телят, необходимо отметить, что уровень фагоцитарной

активности и фагоцитарной интенсивности в крови телят в послемолозивный

период статистически достоверно повышался до 5-дневного возраста в

контрольной группе (здоровые) +7,55 и 0,38 (Р<0,001) и в первой опытной

(больные) +2,89 и +0,23 (Р<0,001). Во второй опытной группе (больные-

павшие) не отмечали повышения фагоцитарных показателей.

Значение бактерицидной активности зависит от возраста телят, наиболее

низкий уровень отмечен у новорожденных до приема молозива (21,83±0,55 %).

Достоверное повышение бактерицидной активности установлено у здоровых телят

на 2-, 5-й дни жизни по сравнению с периодом до выпойки молозива. У больных

телят отмечали на 10-й день достоверное снижение бактерицидной активности

по сравнению с 5-дневным возрастом.

Коэффициент корреляции между фагоцитарной и бактерицидной активностью у

больных телят равен 0,81, в 30-дневном возрасте этот показатель был равен

0,74, что указывает на высокую степень взаимосвязи.

Данные изучения комлементарной активности у новорожденных телят

свидетельствуют о том, что этот показатель в контрольной группе (здоровые)

животных возрастает достоверно (Р<0,05) до 30-дневного возраста по

сравнению с периодом до поения молозивом. Так, активность комплемента у

здоровых телят после выпойки молозива увеличилась на 2-, 5-, 10-й дни

соответственно в 1,35, 1,38 и 1,46 раза, в то время как у больных в

аналогичный период это увеличение составило 1,19 , 1,13 и 1,14 раза. У

больных-павших животных на 2-, 5-й дни жизни увеличение равнялось в 1,10 и

1,11 раза.

Следовательно, увеличение комплементарной активности в 1,10 и 1,11 раза

не было адекватным значению комплемента, обеспечивающему сохранность

животных.

Лизоцимная активность у новорожденных телят после поения молозивом

увеличилась у здоровых телят на 2-й день в 2,77 раза, на 5-й день в 2,52

раза и на 10-й в 2,9 раза; у больных животных это увеличение равнялось

соответственно в 1,97, 1,41 и 1,89 раза. Увеличение лизоцимной активности в

1,3 раза на 2-й день и в 1,25 раза на 5-й день во второй опытной группе

(больные-павшие) не предохраняло телят от гибели.

Анализируя показатели пропердиновой активности в сыворотке крови

новорожденных животных после выпойки молозива, необходимо отметить, что

уровень пропердина в сыворотке крови телят увеличился на 2-, 5- 10-й дни

жизни соответственно в 1,41, 1,77 и в 1,71 раза, у больных телят увеличение

пропердиновой активности отмечали в 1,5 раза только в 10-дневном возрасте,

во второй опытной группе (больные-павшие) содержание пропердина в сыворотке

крови на 2-й, 5-й дни после поения молозивом существенно не изменилось:

2,78±0,03 и 2,77±0,025 против 2,93±0,03 ед/мл до поения молозивом.

Данные изучения коррекции иммунодефицита неонатальных телят

свидетельствует о том, что применение ретинола внутримышечно в дозе 100000-

150000 МЕ 1 раз в сутки в течение 2-3 суток и лактоглобулина внутривенно в

дозе 75-80 мл 1 раз в сутки в течение 1-2 суток, обеспечивает

иммунокоррекцию порядка 95,0%, данные подтверждены патентом за №345,

Республики Молдова от 31.12.1995.

Анализируя данные лечения телят, больных колибактериозом, необходимо

отметить, что применение хлорпромазина внутримышечно в форме 2,5 %-ного

раствора в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3

суток и Т-активина 0,01 %-ный раствор подкожно в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно

в течение 2-3 суток обеспечивает достижение терапевтической эффективности

порядка 93,4 %. Результаты подтверждены патентом за №409, Республики

Молдова от 29.02.1996.

Все это свидетельствует о перспективности использования в

сельскохозяйственном производстве витамина А и лактоглобулина для коррекции

иммунодефицита новорожденных телят, а для лечения колибактериоза телят-

хпорпромазина и Т-активина.

6. ВЫВОДЫ.

1. Колибактериоз новорожденных телят в хозяйствах Республики Молдова

занимает одно из ведущих мест. Протекает остро с признаками диареи,

интоксикации, септицемии, расстройства сердечно-сосудистой и

центральной нервной системы. В возникновении, развитии и исходе

заболевания первостепенную роль играет уровень содержания

иммноглобулинов в крови животных.

2. Концентрация иммунных глобулинов в сыворотке молозива коров первого,

второго и третьего дня лактации составляет соответственно 57,02±0,86

мг/мл; 26,42±0,06 мг/мл и 11,56±0,42 мг/мл. Уровень содержания

иммунных глобулинов в сыворотке крови новорожденных телят через 24 ч

после рождения и в сыворотке молозива коров-матерей первого дня

лактации составляет соответственно 23,096±1,00 мг/мл и 59,00±0,59

мг/мл (контрольная группа); 18,1±0,11 мг/мл и 57,02±0,86 мг/мл

(энтеритная форма колибактериоза); 15,06±0,12 мг/мл и 54,53±0,57

мг/мл (септическая форма колибактериоза).

3. Количественная оценка абсорбции колостральных антител характеризует

иммунный статус новорожденных телят и составляет соответственно

39,21±2,04 % (контрольная группа), 31,78±0,11 % (энтеритная форма

колибактериоза) и 27,0±0,23 % (септическая форма колибактериоза).

Установлена прямая зависимость между концентрацией иммуноглобулинов в

сыворотке крови новорожденных животных и их резистентностью, что

свидетельствует о прямой зависимости клинического статуса от

сывороточной концентрации иммунных глобулинов и их катаболизма.

Увеличение уровня иммуноглобулинов М и А в сыворотке крови клинически

здоровых животных соответственно в 5,74 и 3,44 раза по сравнению с

павшими указывает на их защитную функцию.

4. Концентрация IgG, IgМ и IgА в сыворотке крови коров составляет

соответственно 18,24±0,27 мг/мл, 2,54±0,07 мг/мл и 0,49±0,02 мг/мл.

Количественное содержание иммунных глобулинов в колостральной

сыворотке существенно превалирует по сравнению с сывороткой крови и

равняется IgG 49,5±0,21 мг/мл, IgМ 4,16±0,17 мг/мл, IgА 3,93±0,28

мг/мл. В сыворотке молока уровень иммунных глобулинов значительно

меньший в сравнении с колостральной сывороткой и сывороткой крови

коров, причем содержание IgА (0,13±0,01 мг/мл) в 2,6 раза больше, чем

IgМ (0,05±0,01 мг/мл), что является отличительной особенностью

перераспределения иммуноглобулинов в сыворотке крови и секрете

молочной железы.

5. Содержание иммуноглобулинов в сыворотке крови и копрофильтратах у

телят в зависимости от клинического статуса имеет существенное

различие. Так, уровень катаболизма IgG, IgМ и IgА в группе больных

телят составил соответственно 26,01; 60,00 и 51,69 %, а в группе

павших телят это значение равнялось: 24,86; 12,91 и 69,77 %. Уровень

катаболизма общих иммуноглобулинов в группе больных (выживших) телят

был в 1,12 раза выше, чем в группе больных (павших), а IgМ в 4,64

раза.

6. Активность антител против К-антигенов Е. coli в молозиве и в

сыворотке крови телят 1-2 дневного возраста была низшей, чем

активность против О-антигенов. Титр К-антител в сыворотке крови

неонатальных телят зависит от концентрации К-антител в молозиве

коров. Различная концентрация антител (титр) в сыворотке крови

новорожденных телят против К и О-антигенов Е. coli указывает, что

кормление молозивом может стимулировать или ингибировать синтез

антител к определенным микроорганизмам в одинаковой степени

независимо от места их локализации в бактериальных клетках.

7. «К» антитела-агглютинины молозива коров являются фактором, защищающим

белых мышей против экспериментального колибактериоза, эффективность

проб молозива против определенных серотипов Е. coli можно тестировать

агглютинационным методом. Титр О-антител в сыворотке молозива коров и

в сыворотке крови телят равнялся соответственно: 1:20-1:160 и 1:10-

1:40. При серологической типизации изолированных штаммов Е. coli по К-

антигену, обнаруживали фимбрии К99 и К88ас. Большинство тестированных

сывороток крови телят не содержали К-антитела.

8. Наиболее важным фактором, влияющим на выращивание новорожденных телят

является абсорбция колостральных антител в соответствующем

физиологическом количестве. Иммунизация стельных коров поливалентной

гидроокисиалюминиевой формол-тиомерсаловой вакциной против

колибактериоза (эшерихиоза) телят не ингибирует серотипы Е. coli О8 и

О101, входящие в состав вакцины и выделенные от павших телят.

9. При статистической обработке результатов исследования с применением

ЭВМ «НАИРИ» крови новорожденных телят, установлено, что использование

трех показателей легко измеряемых величин (мочевина, гематокрит,

хлориды) позволяет прогнозировать заболевание и, следовательно,

профилактировать с применением регидратационной терапии, возмещением

кислотности и потери ионов натрия.

10. Уровень фагоцитарной активности и фагоцитарной интенсивности в крови

телят в послемолочный период статистически достоверно повышался до 5-

дневного возраста в контрольной группе (здоровые) соответственно

+7,55 и +0,33 (Р<0,001) и в первой опытной (больные) +2,89 и +0,23

(Р<0,001). Во второй опытной группе (павшие) не отмечали повышение

фагоцитарных показателей.

11. Бактерицидная активность сыворотки крови зависит от возраста телят,

наиболее низкий уровень отмечен у новорожденных до приема молозива

(21,23±0,55 %). Повышение бактерицидной активности установлено у

здоровых телят на 2-, 5-й дни жизни по сравнению с периодом до

выпойки молозива. На 10-й день у больных телят отмечали достоверное

снижение бактерицидной активности по сравнению с 5-дневным возрастом.

Коэффициент корреляции между фагоцитарной и бактерицидной активностью

у больных телят равен 0,81, что указывает на высокую степень

взаимосвязи.

12. Комплементарная активность у новорожденных телят (здоровых)

возрастает достоверно (Р<0,05) до 30-дневного возраста по сравнению с

периодом до выпойки молозива. Так, активность комплемента у здоровых

телят после выпойки молозива увеличилась на 2-, 5-, 10-й дни

соответственно в 1,35, 1,38 и 1,46. В то время как у больных в

аналогичный период это увеличение составило 1,19, 1,13 и 1,14 раза. У

павших животных на 2-, 5-й дни жизни увеличение равнялось 1,10 и 1,11

раза, что не обеспечивало сохранность животных.

13. Новорожденные телята обладают достаточно выраженной лизоцимной

активностью, которая после выпойки молозива увеличилась у здоровых

телят на 2-й день в 2,77 раза, на 5-й день в 2,82 раза и на 10-й день

в 2,9 раза, у больных это увеличение соответственно равняется 1,97,

1,41 и 1,89 раза. Увеличение лизоцимной активности в 1,3 раза на 2-й

день и в 1,35 раза на 5-й день во второй опытной группе (больные-

павшие) не предохраняло телят от гибели.

14. Увеличение пропердиновой активности в сыворотке крови новорожденных

животных после выпойки молозива установили на 2-й, 5-й и 10-й дни

соответственно в 1,41, 1,77 и в 1,71 раза, у больных телят увеличение

пропердиновой активности отмечали в 1,5 раза только в 10-дневном

возрасте, во второй опытной группе (больные-павшие) содержание

пропердина в сыворотке крови на 2-й, 5-й дни после поения молозивом

существенно не изменялось 2,78±0,03 и 2,77±0,025 против 2,93±0,03 до

поения молозивом.

15. Применение ретинола внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в

сутки в течение 2-3 суток и лактоглобулина внутривенно в дозе 75-80

мл 1 раз в сутки в течение 1-2 суток обеспечивает иммунокоррекцию до

95,0 %.

16. Применение хлорпромазина внутримышечно в форме 2,5%-ного раствора в

дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3 суток

и 0,01%-ного раствора Т-активина подкожно в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно

в течение 2-3 суток обеспечивает терапевтическую эффективность до

93,4 %.

7. РЕКОМЕНДАЦИИ ПРОИЗВОДСТВУ.

1. Для обеспечения максимальной сохранности здоровых, жизнеспособных

телят, рекомендуется применение колостральной сыворотки и

лактоглобулина для коррекции иммунодефицита неонатальных телят

(Методические рекомендации, одобренные НТС МСХ и продовольствия

Республики Молдова, Кишинев, 1992).

2. Для выявления «К» антител-агглютининов против К-антигенов Е. coli

рекомендуется экспресс-индикация их уровня в колостральной сыворотке

коров и сыворотке крови новорожденных телят (Методические

рекомендации, одобренные НТС МСХ и продовольствия Республики Молдова,

Кишинев, 1994).

3. Для коррекции иммунодефицита новорожденных телят рекомендуется

применение ретинола и лактоглобулина (Патент №345 от 31.12.1995,

Республики Молдова).

4. Кислотно-основной баланс рекомендуется изучать по трем основным

показателям: гематокриту, мочевине, хлоридам.

5. Для лечения больных телят колибактериозом рекомендуется использовать

хлорпромазин и Т-активин (Патент №409 от 29.02.1996, Республики

Молдова).

6. Результаты экспериментальных исследований, изложенные в настоящей

диссертации, целесообразно включить в программу повышения

квалификации ветеринарных и зооинженерных специалистов и в раздел

«Инфекция и иммунитет» для студентов ветеринарных и зооинженерных

факультетов аграрных университетов и колледжей.

-----------------------

[pic]

Рис. 3.4 Комплементарная активность сыворотки крови новорожденных телят в

зависимости от клинического статуса.

[pic]

Рис. 3.6 Пропердиновая активность сыворотки крови новорожденных телят в

зависимости от клинического статуса

Рис. 2.4 Содержание иммуногловулинов в сыворотке крови и секрете

молочной железы коров (n=18).

Рис. 2.5 Содержание иммунных глобулинов в молозиве коров

Рис. 3.3 Бактерицидная активность сыворотки крови новорожденных телят в

зависимости от клинического статуса.

[pic]

Рис. 3.5 Лизоцимная активность сыворотки крови новорожденных телят в

зависимости от клинического статуса

[pic]

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7